Mofo branco (podridão branca, pt) (Sclerotinia)
Sclerotinia sclerotiorum, S. minor, and S. trifoliorum 1
leguminosas, girassol, canola, maioria dos vegetais, tabaco, muitas flores de corte e frutas de caroço
Doenças causadas por Sclerotinia spp., geralmente conhecidas como mofo branco (podridão branca, pt) podem afetar centenas de espécies de plantas, incluindo muitas culturas importantes. Os patógenos (patogénios, pt) são favorecidos por clima ameno e úmido (húmido, pt), mas mostram surpreendentemente grande distribuição ecológica.
1 O patógeno (patogénio, pt) que causa a mancha dólar da relva, historicamente, tem sido chamado de Sclerotinia homoeocarpa. No entanto, agora é geralmente aceite que ele não se encaixa no gênero Sclerotinia.
Sintomas
O mofo branco (podridão branca, pt) é facilmente identificado pelo micélio cotonoso branco característico do agente patogénico, que cresce nas superfícies aéreas dos tecidos infectados (Fig. 1). As hifas produzem enzimas e ácido oxálico, criando encharcamento dos tecidos, muitas vezes com uma margem distinta. Sintomas secundários tais como a murcha (murchidão, pt), o branqueamento e a maceração também podem ser observados na parte aérea, incluindo caules, folhas, pecíolos e órgãos reprodutivos.
Em estágios posteriores da doença, as hifas cotonosas do patógeno (patogénio, pt) se aglomeram tipicamente em tufos de micélio do tamanho de ervilhas (Fig. 2). Estes aglomerados eventualmente amadurecem em escleródios (esclerotos, pt) duros e escuros (Fig. 3), os quais são vulgarmente encontrados na superfície exterior do tecido doente, mas algumas vezes, no interior dos tecidos moles do hospedeiro ou cavidades, tais como os receptáculos florais, frutos e parênquima medular dos caules.
Figura 1 |
Figura 2 |
Figura 3 |
Infecções Aéreas
Inicialmente, as lesões causadas por ascósporos de Sclerotinia spp. aparecem como pontos encharcados que se expandem de forma irregular e indeterminada. À medida que as lesões se expandem, os caules afetados podem sofrer anelamento (estrangulamento, pt) (Fig. 4), o que faz com que porções distais da planta murchem e então se tornam necróticas (Fig. 5). Tecidos afetados podem desenvolver uma consistência mole e aguada, e um micélio grosso e branco se forma, muitas vezes, dentro e fora do tecido. À medida que a doença progride, os tecidos dessecados da planta se tornam esbranquiçados (Fig. 6) em comparação com aqueles sofrem senescência normal, e frequentemente, o tecido doente desenvolve uma aparência desfiada.
Figura 4 |
Figura 5 |
Figura 6 |
Podridão da coroa e infecções na base do caule
Estes tipos de infecções ocorrem quando S. minor, e ocasionalmente S. sclerotiorum, infectam as raízes e/ou coroas das plantas através de hifas ou germinação 'eruptiva' de escleródios (esclerotos, pt) presentes no solo. Na murcha (murchidão, pt) do girassol, causada por S. sclerotiorum, tecidos perto da superfície do solo normalmente apresentam sintomas na época de floração; com o espalhamento da infecção, um anelamento e o cancro da haste basal são formados (Fig. 7) com medula esbranquiçada e desfiada. Em tempo úmido (húmido, pt), um micélio branco e cotonoso é formado sobre a superfície do caule. Os cancros da coroa e haste podem causar uma rápida diminuição na turgescência da planta resultando em murcha (murchidão, pt) súbita das folhas. Na podridão de esclerotinia em alface, a infecção das raízes por S. minor leva à infecção da coroa e um anelamento (estrangulamento, pt) do caule; as plantas ficam marrom (castanhas ,pt) com o encharcamento das folhas, seguido pelo colapso das mesmas e finalmente de toda a planta (Fig. 8).
Figura 7 |
Figura 8 |
Biologia do Patógeno (Patogénio, pt)
Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) DeBary, S. minor (Jagger), e S. trifoliorum (Eriks) são fungos Ascomicetos (Ascomycetes) da ordem Helotiales. As três espécies produzem micélio branco e cotonoso sobre e dentro das partes infectadas das plantas. Este micélio se agrega em escleródios (esclerotos, pt) (Fig. 9, 10), que são estruturas de resistência que permitem que as espécies de Sclerotinia sobrevivam no solo na ausência de uma planta hospedeira.
Os escleródios (esclerotos, pt) possuem uma camada externa escura e dura com a parte interna branca a bege clara. Eles possuem forma irregular e medem tipicamente entre 2 a 5 mm de diâmetro e até 25 mm de comprimento para S. sclerotiorum and S. trifoliorum, e são menores (0,5 a 3 mm) para S. minor. Os escleródios (esclerotos, pt) que se encontram enterrados na camada arável do solo podem sobreviver e permanecer infecciosos até 5 anos.
Germinação carpogênica (apotecial) dos escleródios (esclerotos, pt)
Escleródios (esclerotos, pt) de Sclerotinia spp. podem germinar através de um de dois métodos. Escleródios (esclerotos, pt) de S. sclerotiorum e S. trifoliorum mais comumente produzem um corpo de frutificação no formato de cogumelo invertido denominado apotécio (Fig. 11). Em profundidades do solo até 2 cm, os apotécios podem estender-se desde os escleródios (esclerotos, pt) até alcançar a superfície do solo. Um ou vários apotécios podem surgir a partir de um único escleródio (escleroto, pt) (Fig. 12). Apotécios são discos carnudos medindo de 4 a 8 mm de diâmetro. Eles produzem ascósporos (Fig. 13) como resultado de um processo sexual. Cada apotécio pode libertar cerca de 10 milhões de ascósporos (Fig. 14) ao longo de um período de vários dias, os quais são projetados e disseminados pelo vento para as partes aéreas das plantas. Os ascósporos são hialinos (claros ou não pigmentados), unicelulares e de paredes finas e consequentemente sobrevivem por apenas alguns dias após serem disseminados.
Figura 9 |
Figura 10 |
Figura 11 |
Figura 12 |
Figura 13 |
Figura 14 |
Esporos assexuais (conídios) não são produzidos por espécies de Sclerotinia.
Myceliogenic (hyphal) germination of sclerotia
Escleródios (esclerotos, pt) de S. minor raramente formam apotécios, em vez disso, germinam pelo surgimento direto de hifas (denominado germinação miceliogênica ou eruptiva). Fios brancos de hifas estendem-se dos escleródios (esclerotos, pt) que foram estimulados a germinar por exsudatos de plantas hospedeiras. Estas hifas infectam raízes, rizomas e partes da plantas que estão em contato com o solo. Em seguida, a infecção se espalha para as partes superiores da planta que estão acima do solo.
Ocasionalmente, S. sclerotiorum germina de forma miceliogênica ao invés de carpogênica. Na cultura de girassol, este tipo de germinação pode resultar numa doença grave chamada de murcha do girassol ou podridão do colo (Fig. 7).
Figura 7 |
Ciclo da Doença e Epidemiologia
Ciclo da Doença/Epidemiologia
Germinação carpogênica dos escleródios (esclerotos, pt)
Após um período de condicionamento num ambiente bastante saturado e relativamente frio (10 a 20°C), os escleródios (esclerotos, pt) de S. sclerotiorum, localizados nos 2 cm da superfície do solo, produzem apotécios e ascósporos. Mais frequentemente, isto ocorre depois de uma chuva ou irrigação, e é favorecido pelo sombreamento e secagem lenta da superfície do solo. Os ascósporos são ativamente projetados (Fig. 14) e disseminados por correntes de ar até o tecido suscetível. Períodos prolongados de molhamento das folhas (16 a 48 horas), com temperaturas entre 12 a 24°C promovem a germinação e infecção dos ascósporos. Como os ascósporos de S. sclerotiorum não possuem a energia necessária para infectar diretamente os tecidos hospedeiros saudáveis, tecidos hospedeiros ‘fracos’ e altamente suscetíveis, como pétalas de flores ou folhas senescentes, normalmente são os primeiros tecidos a serem infectados. Os tecidos fracos e colonizados servirão como base alimentar para que o micélio cresça com energia suficiente para penetrar as partes saudáveis da planta. Como consequência, grandes eventos de infecção frequentemente coincidem com períodos de floração e pós-floração, com pétalas senescentes caindo e alojando-se nas axilas filiais ou aderindo-se às folhas, pecíolos, caules e frutos em desenvolvimento. Com umidade (humidade, pt) adequada, o micélio move-se a partir dos tecidos colonizados para os tecidos hospedeiros vigorosos como caules, folhas, frutos, etc. Mais tarde no processo da doença, escleródios (esclerotos, pt) são formados tanto na superfície da planta como dentro de caules e outras partes da planta. Como partes da planta ou a planta inteira morre, ocorre a queda de escleródios (esclerotos, pt) no solo onde poderão sobreviver por vários anos.
Em alguns casos, tais como plantas de repolho e mudas de tabaco, os ascósporos de S. sclerotiorum são capazes de infectar as plantas através de ferimentos. Nestes casos, lesões mecânicas ou químicas, alimentação por insetos ou congelamento podem aumentar a incidência e severidade do mofo branco (podridão branca, pt).
Embora S. trifoliorum também germine através da carpogenia, o ciclo da doença da coroa e apodrecimento do caule em alfafa (luzerna, pt) é único. Escleródios (esclerotos, pt) de S. trifoliorum sobrevivem no solo durante o verão. No outono, a diminuição das temperaturas (10 a 15°C) e aumento na umidade (humidade, pt) do solo fazem com que os escleródios (esclerotos, pt) germinem e produzam apotécios e ascósporos. Os ascósporos são disseminados para plantas vizinhas, e sob condições amenas e com umidade (humidade, pt) podem infectar diretamente as folhas, formando manchas foliares que se expandem durante o inverno. Então, a podridão mole se desenvolve, e se a cultura for plantada no outono, as mudas podem morrer. Quando plantas estabelecidas são afetadas, muitas vezes só o caule murcha e morre, enquanto as coroas sobrevivem. O micélio se espalha sobre as plantas e para baixo em direção à superfície do solo. Quando o tecido hospedeiro está esgotado, ou quando o tempo fica quente e seco, escleródios (esclerotos, pt) são formados sobre os tecidos doentes.
Germinação miceliogênica dos escleródios
A germinação de hifas de escleródios (esclerotos, pt) ocorre quando o solo está úmido (húmido, pt) e frio; condições ideais para a germinação são solos com umidade (humidade, pt) em saturação média e com temperaturas de 12 a 24°C. Estas condições são criadas por longos períodos chuvosos ou por irrigação em combinação com o sombreamento do solo, devido ao fechamento do dossel (copado, pt) da cultura. A infecção das plantas após este tipo de germinação é favorecida por condições de solo similares, e está limitada às coroas, raízes e outras partes das plantas situadas dentro de 1 a 2 cm dos escleródios (esclerotos, pt).
Epidemiologia
O mofo branco (podridão branca, pt) é uma doença monocíclica, o que significa que possui apenas um ciclo primário de infecção, e uma vez que o tecido hospedeiro está doente, ele não é contagioso (isto é, produtor de esporos) na mesma estação de cultivo. A propagação de S. sclerotiorum e S. minor de planta para planta pode ocorrer ocasionalmente, mas geralmente é uma ocorrência rara.
As situações mais severas da doença em campo se desenvolvem a partir de escleródios que são locais na área. No caso da germinação carpogênica de escleródios (esclerotos, pt), os ascósporos projetados no ar ocorrem normalmente ao nível do solo sob dossel (copado, pt) fechado e, consequentemente, focos de infecção aguda são frequentemente observados dentro da lavoura. No entanto, as infecções iniciadas por ascósporos disseminados pelo vento a partir de outro local são observados ocasionalmente.
A introdução do patógeno (patogénio, pt) a partir de fontes externas também podem ocorrer através de máquinas contaminadas, movimento de massas de água, e pelo vento espalhando detritos culturais. Em alguns hospedeiros, as sementes podem estar internamente infetadas com micélio de Sclerotinia, ou sementes inadequadamente selecionadas e higienizadas podem estar contaminadas com escleródios (esclerotos, pt) com o mesmo tamanho das mesmas. Muitas ervas daninhas de folha larga também são hospedeiros do mofo branco (podridão branca, pt), e podem contribuir para a persistência de escleródios (esclerotos, pt) dentro de uma lavoura.
Manejo da Doença (Meios e Luta, pt)
O manejo de Sclerotinia ocorre em vários estágios do desenvolvimento da cultura. As técnicas incluem: tornar o microclima da cultura menos propício para a infecção, utilização de fungicidas eficazes para proteger as plantas suscetíveis, eliminação das fontes de inóculo e seleção de plantas resistentes. O sucesso no controle de doenças usualmente requer a implementação e integração de várias técnicas.
Práticas culturais que influenciam o microclima da cultura
Manejo da copa. Práticas de manejo que reduzem a intensidade e a duração de um microclima favorável à doença dentro do dossel (copado, pt) pode diminuir a severidade do mofo branco (podridão branca, pt). Fatores que podem influenciar o microclima incluem espaçamento e orientação, fertilizantes nitrogenados, e seleção de cultivares. Estudos sobre o espaçamento em leguminosas consistentemente mostraram que a incidência do mofo branco (podridão branca, pt) é menor em culturas com espaçamentos maiores do que aquelas plantadas em fileiras (linhas, pt) estreitas. Consequentemente, o objetivo do manejo é espaçar as linhas na distância que irá manter a densidade de plantas para a produção máxima e proporcionará espaçamento adequado para facilitar a circulação de ar e assim reduzir o microclima de elevada umidade (humidade, pt) no dossel (copado, pt). Semeadura (sementeira, pt) de precisão ajuda a otimizar o espaçamento entre plantas e evita a aglomeração de plantas. Devido a infecção por ascósporos de S. sclerotiorum e S. trifoliorum requerer um longo período de umidade (humidade, pt) livre, a orientação das fileiras (linhas, pt) paralelamente à direção dos ventos predominantes também pode ajudar na secagem rápida da copa (copado, pt) após chuva ou irrigação. Além disso, para evitar culturas com copados densos, a aplicação de nitrogénio não deve exceder a taxa ótima para uma determinada cultura. Finalmente, quando há escolhas disponíveis, cultivares com maturação precoce e com hábito de crescimento ereto (vertical), em oposição a um porte rasteiro, irão geralmente ter menos doença.
A primeira prática para a prevenção da podridão da copa e do colo na alfafa (causada por S. trifoliorum) é plantar sementes na primavera ou no final do verão ao invés do outono. Temperaturas mais altas nestas épocas inibem a germinação dos escleródios (esclerotos, pt) de S. trifoliorum; no entanto, o plantio deve ser coordenado para garantir a umidade (humidade, pt) adequada do solo para a cultura.
Irrigação por Aspersão. Quando uma cultura é irrigada, o objetivo é manejar a irrigação para reduzir as frequências dos períodos de molhamento foliar de 12 a 24 horas, especialmente durante o período de floração, quando as pétalas das flores podem ser colonizadas pelos ascósporos de S. sclerotiorum. A privação de água na floração, no entanto, pode comprometer a qualidade do produto colhido. Portanto, uma estratégia conhecida como "irrigação cut-off" pode ser usada para manipular a duração diária em que a folhagem permanece molhada após a irrigação. Esta técnica simplesmente requer que a irrigação diária seja iniciada no início da manhã e seja parada totalmente perto do meio-dia. Esse corte no início da tarde permite tempo suficiente para o sol secar as folhas antes do anoitecer, ajudando assim a evitar períodos prolongados de molhamento da planta.
Para reduzir a doença causada por S. minor, a germinação de hifas dos escleródios (esclerotos, pt) pode ser reduzida por se permitir a secagem completa da superfície do solo entre as irrigações. Cada irrigação deve portanto fornecer água suficiente para permitir um período seco prolongado.
Proteção química de plantas suscetíveis
Os fungicidas, aplicados como protetores antes da infecção, especialmente durante o período de floração, são eficazes na inibição da infecção por ascósporos em lavouras com um histórico de mofo branco (podridão branca, pt), e diversos fungicidas registados para este fim estão disponíveis. O número de aplicações necessárias de fungicidas para o controle da doença depende da duração do ciclo da cultura e da duração do período em que os tecidos mais susceptíveis, pétalas de flores, estão disponíveis para a colonização por ascósporos. Uma única aplicação de fungicida cuidadosamente programada durante do período de floração pode ser suficiente para algumas culturas como o feijão-vagem e a batata, enquanto que 2-3 aplicações podem ser necessárias em culturas com um período de floração longo, tais como o feijão de corda. Para ser eficaz, é necessário que os fungicidas penetrem profundamente no dossel (copado, pt) para cobrir adequadamente as flores e os lugares na planta onde as pétalas senescentes podem aderir ou se alojar.
Na produção de alface, os fungicidas podem ser utilizados para prevenir a infecção por S. minor, desde que a substância química penetre e persista na superfície do solo para proporcionar uma barreira protegendo as folhas inferiores e caules das plantas. Em amendoim, uma combinação de poda de plantas e aplicação de fungicida mostrou uma diminuição na infecção por S. minor, possivelmente devido a um dossel (copado, pt) reduzido que permitiu que o produto químico atingisse a superfície do solo de forma mais adequada.
Manejo do inóculo proveniente de diferentes estações de cultivo
Rotação com culturas não hospedeiras reduz o número de escleródios (esclerotos, pt) no solo pela perda de viabilidade ao longo do tempo. Além disso, escleródios (esclerotos, pt) podem germinar na ausência de uma cultura hospedeira, mas sem infecção subsequente no hospedeiro, novos escleródios (esclerotos, pt) não são formados e retornados para o solo, reduzindo assim o seu número progressivamente. A rotação de culturas é mais eficaz quando iniciada antes de o mofo branco (podridão branca, pt) tornar-se um grave problema numa lavoura.
Mesmo na ausência de culturas suscetíveis, os escleródios (esclerotos, pt) podem permanecer viáveis na camada arável do solo de uma lavoura até 5 anos. Se os números de escleródios (esclerotos, pt) de uma lavoura são baixos, as rotações de 3 a 5 anos com uma cultura não hospedeira podem ser suficientes. Uma vez que o patógeno (patogénio, pt) estiver bem estabelecido numa lavoura, e o solo estiver altamente infestado com escleródios, a rotação de culturas pode não ter o mesmo efeito por causa do longo tempo de sobrevivência desses propágulos. Consequentemente, os produtores podem ser confrontados com a difícil opção de encontrar e crescer culturas por mais de 5 anos para rotação e ao mesmo tempo, que sejam resistentes e viáveis economicamente.
A rotação de culturas é ainda limitada pela ampla variedade de hospedeiros de Sclerotinia spp. Milho, trigo e sorgo são culturas não hospedeiras de S. sclerotiorum que podem ser plantadas em rotação com culturas suscetíveis, como soja e girassol. Para a alface infectada com S. minor, brócolis (brócolo, pt) foi cultivada como cultura não hospedeira e mostrou redução no número de escleródios (esclerotos, pt) na lavoura. Culturas hospedeiras de S. trifoliorum estão limitadas a leguminosas forrageiras, assim grãos e gramíneas forrageiras anuais podem ser usados para a rotação de culturas. Mostrou-se também que algumas leguminosas anuais são hospedeiras de Sclerotinia spp., de modo que não devem ser utilizadas como culturas de cobertura.
Controle Biológico. Vários fungos mostraram ser parasitas de escleródios (esclerotos, pt) de S. sclerotiorum. Um desses organismos, Coniothyrium minitans, foi lançado como um produto comercial para a supressão do mofo branco (podridão branca, pt) causado por S. sclerotiorum. Na prática, os esporos secos deste parasita são pulverizados no fim de uma estação de plantio sobre os restos culturais infectados com o patógeno (patogénio, pt) ou sobre a superfície do solo antes do plantio. Foi também mostrado que o parasitismo de escleródios (esclerotos, pt) reduziu o número de apotécios formados por S. sclerotiorum. Em vários estudos, o tratamento do solo com C. minitans diminuiu a severidade do mofo branco (podridão branca, pt) no cultivo após ao tratamento. Este tratamento é muito útil quando combinado com outros componentes de um programa de manejo integrado de doenças.
Preparo (preparação, pt) do Solo. Os efeitos do cultivo do solo sobre o mofo branco (podridão branca, pt) são complexos. Embora escleródios (esclerotos, pt) possam sobreviver na camada arável por vários anos, só os escleródios (esclerotos, pt) próximos da superfície do solo germinam para produzir apotécios e ascósporos. Portanto, enterrando os resíduos infestados com um arado de aiveca pode-se impedir a germinação apotecial de escleródios (esclerotos, pt). A sua subsequente utilização numa outra estação, no entanto, pode trazer os escleródios (esclerotos, pt) de volta para a superfície, e qualquer operação de cultivo também pode contribuir para a dispersão de escleródios (esclerotos, pt). Uma recomendação alternativa para o controle de S. sclerotiorum numa rotação soja-milho (hospedeiro e não hospedeiro) tem sido a de seguir uma cultura da soja doente com o uso do plantio direto da cultura do milho. Este tipo de preparação do solo deixa os escleródios (esclerotos, pt) perto da superfície e promove a sua germinação no milho. Consequentemente, o número de escleródios (esclerotos, pt) viáveis que sobrevivem para o período seguinte de soja é muito reduzida.
Controle de plantas daninhas. A gama de hospedeiros de S. sclerotiorum é muito ampla e inclui muitas das plantas daninhas de folhas largas, mais importantes das plantas cultivadas como: cardo-das-vinhas, alcachofra, erva-formigueira-branca, mostarda, erva-moura, caruru, ambrósia, bolsa de pastor, serralha brava, mucuná e ervilhaca. Se estas plantas daninhas ocorrerem numa lavoura, poderão produzir inóculo para uma cultura hospedeira. Ao fazer a rotação com uma cultura não hospedeira, o efeito do plantio direto (ou a falta dele) no controle de plantas daninhas é uma consideração adicional, como a baixa supressão de plantas daninhas de folha larga pode diminuir a vantagem da rotação de culturas.
Resistência do hospedeiro
Cultivares capazes de resistir à infecção por S. sclerotiorum seriam uma opção previsível, conveniente e de baixo custo para controlar o mofo branco (podridão branca, pt). Infelizmente, a identificação e seleção de resistência fisiológica altamente eficaz para este patógeno (patogénio, pt) tem provado ser um difícil desafio. Como conseqüência, as cultivares comerciais que apresentem um elevado grau de resistência ao mofo branco (podridão branca, pt) são relativamente raras. Quando disponíveis, essas cultivares, na melhor das hipóteses, geralmente possuem um impacto apenas parcial sobre o montante global da doença.
Técnicas biotecnológicas estão sendo usadas para criar novos tipos de resistência a doenças causadas por Sclerotinia spp. Por exemplo, a transferência para amendoim de um gene de cevada que codifica para uma enzima que degrada o ácido oxálico (isto é, oxalato oxidase) faz com que as plantas de amendoim sejam muito mais resistentes à infecção por S. minor. Essas cultivares geneticamente modificadas podem tornar-se no futuro um dos principais meios de manejo das doenças causadas por Sclerotinia.
Importância
Doenças causadas por S. sclerotiorum e, em menor escala por S. minor e S. trifoliorum, afetam uma grande variedade de culturas. Relatos na literatura de perdas de safras (colheitas, pt) variam de insignificante a 100%. Culturas onde as perdas médias anuais associadas a doenças de Sclerotinia que podem exceder 1% incluem feijão, berinjela, alface, amendoim, batata, soja e girassol. Muitas das maiores perdas ocorrem em ambientes com cultivo intensivo onde a irrigação e a nutrição adequadas criam um dossel (copado, pt) exuberante e denso que promove o desenvolvimento da doença. O mofo branco (podridão branca, pt) é uma doença do solo que pode evoluir para um problema grave e persistente quando se estabelece numa lavoura.
Sclerotinia sclerotiorum é geograficamente cosmopolita e tem uma ampla distribuição ecológica, embora seja mais comum em regiões temperadas. Originalmente pensou-se que ocorria apenas em áreas úmidas (húmidas, pt) e frescas, mas sabe-se agora que também pode ocorrer em áreas semi-áridas. As plantas suscetíveis a esse patógeno (patogénio, pt) abrangem 64 famílias, 225 géneros e 361 espécies. Importantes plantas cultivadas e suscetíveis a S. sclerotiorum incluem leguminosas, girassol, canola, a maioria dos vegetais (por exemplo, batata, tomate, alface e crucíferas), tabaco, muitas flores e frutas de caroço. Milho, sorgo, trigo e outros cereais não são suscetíveis a Sclerotinia spp.
Em soja, S. sclerotiorum causa a podridão do caule de Sclerotinia ou simplesmente mofo branco (podridão branca, pt). Espécies de feijão também são muito suscetíveis ao mofo branco (podridão branca, pt). Três doenças distintas de girassol são causadas por S. sclerotiorum: murcha produzida por uma infecção da base do caule, podridões da cabeça e do meio do colmo, ambas desenvolvidas por infecções de ascósporos.
Sclerotinia minor é menos comum do que o S. sclerotiorum. Provoca mofo branco (podridão branca, pt) e podridão mole em legumes. Nas culturas de amendoim, S. minor causa seca de Sclerotinia, uma doença grave que afeta todas as partes da planta. S. minor provoca podridão em alface, infectando as raízes das plantas, ainda que em algumas lavouras, a infecção aérea por ascósporos de S. sclerotiorum também pode contribuir para a doença.
Sclerotinia trifoliorum infecta forrageiras leguminosas para causar o mofo branco (podridão branca, pt) ou podridão do colo. Ele pode ser um problema grave em alfafa (luzerna, pt) plantada no outono. Nos EUA esse fungo ocorre principalmente no sudeste e estados do leste.
Referências Selecionadas
Abawi, G.S., and R.G. Grogan. 1979. Epidemiology of diseases caused by Sclerotinia spp. Phytopathology 69:899-904.
Adams, P. B., and W.A. Ayers. 1979. Ecology of Sclerotinia spp. Phytopathology 69:896-899.
Atallah, Z.K., B. Larget, X. Chen, and D.A. Johnson. 2004. High genetic diversity, phenotypic uniformity, and evidence of outcrossing in Sclerotinia sclerotiorum in the Columbia Basin of Washington state. Phytopathology 94:737-742.
Bradley, C.A., R. A. Henson, P.M. Porter, D.G. LeGare, L.E. del Rio, and S.D. Khot. 2006. Response of canola cultivars to Sclerotinia sclerotiorum in controlled and field environments. Plant Disease 90:215-219.
Butzler, T.M., J. Bailey, and M.K. Beute. 1998. Integrated management of Sclerotinia blight in peanut: Utilizing canopy morphology, mechanical pruning, and fungicide timing. Plant Disease 82:1312-1318.
Clarkson, J.P., K. Phelps, J.M. Whipps, C.S. Young, J.A. Smith, and M. Watling. 2007. Forecasting Sclerotinia disease on lettuce: a predictive model for carpogenic germination of Sclerotinia sclerotiorum sclerotia. Phytopathology 97:621-631.
Gerlagh, M., H.M. Goossen-van de Geijn, N.J. Fokkema, and P.F.G. Vereijken. 1999. Long-term biosanitation by application of Coniothyrium minitans on Sclerotinia sclerotiorum-infected crops. Phytopathology 89:141-147.
Hao, J.J., K.V. Subbarao, and J.M. Duniway. 2003. Germination of Sclerotinia minor and S. sclerotiorum sclerotia under various soil moisture and temperature combinations. Phytopathology 93:443-450.
Hao, J.J., K.V. Subbarao, and S.T. Koike. 2003. Effects of broccoli rotation on lettuce drop caused by Sclerotinia minor and on the population density of sclerotia in soil. Plant Disease 87: 159-156.
Hollowell, J.E., B.B. Shew, M.A. Cubeta, and J.W. Wilcut. 2003. Weed species as hosts of Sclerotinia minor in peanut fields. Plant Disease 87:197-199.
Kolkman, J.M. and J.D. Kelly. 2002. Agronomic traits affecting resistance to white mold in common bean. Crop Science 42:693-699.
Livingstone, D.M., J.L. Hampton, P.M. Phipps, and E.A. Grabau. 2005. Enhancing resistance to Sclerotinia minor in peanut by expressing a barley oxalate oxidase gene. Plant Physiology 137:1354–1362.
Mueller, D.S., A.E. Dorrance, R.C. Derksen, E. Ozkan, J.E. Kurle, C.R. Grau, J.M. Gaska, G.L. Hartman, C.A. Bradley, and W.L. Pedersen. 2002. Efficacy of fungicides on Sclerotinia sclerotiorum and their potential for control of Sclerotinia stem rot on soybean. Plant Disease 86:26-31.
Otto-Hanson, L., J.R. Steadman, R. Higgins, and K.M. Eskridge. 2011. Variation in Sclerotinia sclerotiorum bean isolates from multisite resistance screening locations. Plant Disease 95:1370-1377.
Njambere, E.N., W. Chen, C. Frate, B-M. Wu, S.R. Temple, and F.J. Muehlbauer. 2008. Stem and crown rot of chickpea in California caused by Sclerotinia trifoliorum. Plant disease 92:917-922
Nelson, B., and A. Lamey. 2000. Sclerotinia diseases of sunflower. North Dakota State Extension Service Bulletin PP-840.
Pethybridge, S.J., F.S. Hay, and D.H. Gent. 2010. Characterization of the spatiotemporal attributes of Sclerotinia flower blight epidemics in a perennial pyrethrum pathosystem. Plant Disease 94:1305-1313
Subbarao, K.V., S.T. Koike, and J.C. Hubbard. 1996. Effects of deep plowing on the distribution and density of Sclerotinia minor sclerotia and lettuce drop incidence. Plant Disease 80:28-33.
Workneh, P. and X.B. Yang. 2000. Prevalence of Sclerotinia stem rot of soybeans in the north-central United States in relation to tillage, climate, and latitudinal positions. Plant Disease 90:1375-1382.
Wu, B.M. and K.V. Subbarao. 2006. Analyses of lettuce drop incidence and population structure of Sclerotinia sclerotiorum and S. minor. Phytopathology 96:1322-1329.